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Cours de Parasitologie Clinique 1 Filière : Sciences et Techniques Biomédicales

Cours de Parasitologie Clinique 1 Filière : Sciences et Techniques Biomédicales Spécialité : TLAM Niveau 2 1 Chapitre 2 Examen parasitologique du sang A partir de prélèvements sanguins, un diagnostic est systématiquement posé pour le paludisme, la trypanosmiase africaine, la leishmanisis viscérale et la plupart des types de filariose et rarement de la toxoplasmose. Prélèvement Le prélèvement doit être fait autant que possible avant le début du traitement si non signaler. Une attention particulière est nécessaire dans la collecte et la préparation des frottis sanguins. Les précautions suivantes doivent être prises lors de la collecte du sang. 1. Recueillir une quantité suffisante de sang. a. Sang capillaire provenant de la piqûre au doigt, des orteils ou des lobes de l'oreille b. Sang veineux. Le sang recueilli devrait être suffisant pour faire un état frais, des frottis minces et / ou épais colorés, ou pour être utilisé pour concentrer les parasites. 2. Moment de la collecte Recueillir l'échantillon de sang au moment opportun en fonction des investigations cliniques. Par exemple. Pour les microfilaires, les plasmodium, etc. La plupart des parasites du paludisme se trouvent généralement dans le sang vers la fin d'une crise de fièvre. Toujours prélever du sang pour le dignostic du paludisme avant de donner les médicaments antipaludiques aux patients. Le sang doit être prélevé en fonction de la périodicité des microfilaires. 3. Si un échantillon de sang anti-coagulé doit être utilisé. Utilisez un anticoagulant approprié. Par exemple : citrate de sodium pour les microfilaires, EDTA pour les parasites du paludisme et les trypanosomes. 4. Après la collecte, protéger les spécimens de manière adéquate. Les types d'examens sanguins suivants peuvent être réalisés pour le diagnostic de laboratoire des hémoparasites: Examen direct à l’état frais: recherche des microfilaires Technique de sang lysé par centrifugation en tube 10 ml de sang veineux sont lysés dans une solution de saponine. Les microfilaires sont concentrées par centrifugation. L’ajout de colorant nucléaire bleu aide à identifier l'espèce. Le nombre de microfilaires (mf) compté diviser par 10 donne le nombre de mf / ml. Technique de tube de microhaematocrite Le sang capillaire (de préférence le sang du lobe de l'oreille) est recueilli dans des tubes capillaires héparinés ou environ 100 pi sont d'abord recueillis dans un anticoagulant EDTA et transférés dans des tubes capillaires PAR : BABINNE G. BONAVENTURE, PHD STUDENT IN MEDICAL MICROBIOLOGY 1 REPUBLIQUE DU CAMEROUN PAIX-TRAVAIL-PATRIE ********* MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ********* INSTITUT SUPERIEUR DES SCIENCES ET TECHNIQUES DE LA SANTE ET DU MANAGEMENT REPUBLIC OF CAMEROON PEACE-WORK-FATHERLAND ********* MINISTRY OF HIGHER EDUCATION ********* HIGHER INSTITUTE OF SCIENCES, HEALTH TECHNIQUES AND MANAGEMNT plats. Le sang est centrifugé dans une centrifugeuse à microhématocrite et la couche leucocytaire est examinée pour rechercher les microfilaires mobiles. Dans les zones où l'espèce est connue et Mansonellamf ne sont pas trouvés, c'est la technique rapide pour détecter les microfilaires. Préparation de la lame à l’état frais Prélever 0,02 ml de sang et mélanger avec 2 gouttes d'eau (pour lyser les globules rouges) sur une lame. Couvrir avec un verre de protection et examiner pour trouver le mf mobile à l'objectif 10x. La technique est parfois utilisée comme test de dépistage, mais elle n'est pas aussi sensible que les procédures ci-dessus. Goutte épaisse Désinfecter le bout du doigt et piquer avec un geste rapide d'une aiguille ou lancette, en utilisant une compresse pour essuyer les traces de désinfectant et de sang. Déposer une grosse goutte de sang sur une lame.En utilisant le coin d'une autre lame, étalez le sang dans un motif rectangulaire de sorte que le sang coule lentement et ne forme pas immédiatement une goutte sur le bord inférieur lorsque la lame est inclinée sur le côté. La lame doit être laissée à sécher dans une surface plane telle que le dessus de la table. Puis colorer avec Giemsa. Frottis mince Recueillir une goutte de sang sur une lame propre, généralement à partir du bout du doigt. Déposer à l’extrémité d’une lame propre une petite goutte de sang. Placez sur une table. Prenez rapidement une deuxième lame propre. Et en le maintenant à un angle de 30 degrés par rapport à la première lame: approcher jusqu'à ce qu'elle touche la goutte de sang, puis poussez vers l'avant pour que le sang s'étende. La quantité de sang doit être suffisamment petite pour être épuisée avant que la lame atteigne l’autre bout. De cette manière un frottis en couche monocellulaire peut être obtenu. Un tel frottis est le meilleur pour l'étude des cellules sanguines ainsi que des parasites. Puis séchez à l'air et colorerauGeimsa. Sensibilitéde la goutte épaisse et frottis - 20 fois plus de sang peut être examiné dans unegoutte épaisse que dans un frottis mince dans la même période de temps. Unegoutte épaisse est donc plus appropriée pour la détection rapide des parasites du paludisme. Dans la zone où P.malariae existe, sauf si unegoutte épaisse est examinée, l'infection est susceptible d'être manquée parce que la parasitémie est normalement faible avec cette espèce. - Plus de sang peut être examiné dans unegoutte épaisse parce que le frottis n'est pas fixe et donc les globules rouges sont lysés pendant la coloration. Les parasites ne sont pas détruits et après avoir été colorés, ils peuvent être détectés parmi les globules blancs, sur un fond d'hémoglobine légèrement colorée. - Un frottis mince est nécessaire pour confirmer l'espèce de Plasmodium si cela n'est pas clair à partir de lagoutte épaisse. Un frottis mince est fixé et donc les parasites peuvent être vus dans les globules rouges. Selon les espèces, les globules rouges parasités peuvent s'agrandir, avoir une forme ovale et présenter des taches. Ces caractéristiques, ainsi que les formes parasitaires présentes, peuvent grandement aider à confirmer une infection mixte et à identifier P.ovale et P.malariae qui sont plus difficiles à différencier dans unegoutte épaisse. Confection de goutte épaisse et frottis mince Unegoutte épaisse et un frottis mince peut être réalisée sur une même lame, ce qui présente l'avantage d'utiliser moins de lames. Le frottis mince peut être utilisé pour étiqueter l'échantillon lorsque des lames avec des extrémités dépolies (pour l'étiquetage) ne sont pas utilisées. Pour assurer une bonne coloration et une standardisation des rapports, la quantité de sang utilisée, en particulier pour faire des frottis épais, doit être maintenue aussi constante que possible et le sang doit être étalé uniformément sur une zone donnée de la lame. Le sang d'une piqûre au doigt est habituellement utilisé pour les frottis de paludisme. Le frottis mince et épais peut être coloré avec une coloration de Wrigthou une coloration auGiemsa. Un frottis mince est mieux PAR : BABINNE G. BONAVENTURE, PHD STUDENT IN MEDICAL MICROBIOLOGY 2 coloré avec des Wrightset épais mieux avec le Giemsa. Si les deux doivent être colorés avec Giemsa. Le frottis mince doit être fixé dans l'alcool. La coloration de Giemsa enlève l'heamoglobine. Coloration du frottis sanguin mince Colorationde Wright: 1. Sécher le frottis à l'air 2. Mettez la lame sur la grille de coloration 3. Couvrir la lame avec le colorant de Wright et attendre 2-3 minutes 4. Ajouter une quantité égale d'eau distillée 5. Mélanger l'eau distillée avec la tache de poids en soufflant jusqu'à ce que l'écume métallique apparaisse 6. Attendez 8 minutes. 7. Sans bouger la lame, inonder d'eau distillée et laver jusqu'à ce que des parties plus minces du frottis deviennent rosées. 8. Tenez la lame de verre à l'extrémité pour sécher. Coloration de la goute épaisse et frottis avec coloration Giemsa: 1. Laisser sécher le frottis épais et mince 2. Placez le frottis sur la grille de coloration (côté frottis vers le haut) 3. Fixez d'abord 1-3 minutes. (Veillez à ce que le méthanol ne touche pas les frottis épais) 4. Couvrir le frottis de sang épais et mince avec la tache de Giemsa diluée Laissez le colorant diluée pendant 30 minutes 5. Laver le colorant avec de l'eau distillée 6. Laisser le frottis sécher et 7. Examiner avec l'objectif d'immersion dans l'huile Résultat de la coloration des frottis sanguins Parasites du paludisme Cytoplasme du parasite ..........................................bleu Point de chromatine nucléaire ................................rouge foncé Pigment de paludisme ..............................................marron noir Globules rouges..........................................................gris à pâle mauve Leucocytes ..................................................................tache foncé Les points de James, Schuffener et Maurer .............rouge violacé Parasites de trypanosomes Noyau................................................. ..............mauve rouge Kinstoplast ................................................. ......foncé mauve -red Cytoplasme................................................. ....Pâle mauve Parasites de Leishmania Noyau................................................. ..............Rouge mauve Kinetoplast ................................................. .....Rouge foncé mauve Cytoplasme................................................. ....Pâle-mauve Densité moyenne des parasites 0 …………………………………………….0/1000 champs PAR : BABINNE G. BONAVENTURE, PHD STUDENT IN MEDICAL MICROBIOLOGY 3 1+ ……………………………………………1-10 / 1000 champs 2+ …………………………………………….1-10 / 100 champs 3+ ……………………………………………..1-10 / 10 champs 4+………………………………………………1-10 / champ 5+ ……………………………………………..10-100 / champ 6+…………………………………………….> 100 / champ Microfilaires Noyaux ................................................. ......violet foncé Fourreau de W.bancrofti ............................rose Gaine de B. malayi .....................................rose foncé Gaine de L.loa .............................................gris pâle ou non taché Résultats Le résultat de l'examen sanguin pour des hémoparasites doit ressortir: A. L'espèce de parasite trouvée B. Le stade de développement C. La densité parasitaire Techniques d'estimation de la densité parasitaire du paludisme Comptage du pourcentage des hématies parasitées dans un frottis mince Pour estimer uploads/Geographie/ chap-2-examen-parasitologique-du-sang-bts2.pdf