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EXAMEN PARASITOLOGIQUE DES SELLES INDICATIONS ET LIMITES DE L’ANALYSE COPROLOGI

EXAMEN PARASITOLOGIQUE DES SELLES INDICATIONS ET LIMITES DE L’ANALYSE COPROLOGIQUE Les indications de la coprologie portent sur la mise en évidence de parasites de l’appareil digestif et de ses annexes ainsi que de parasites dont les adultes ont une localisation vasculaire (Schistosomes) ou pulmonaire (Douve du poumon). Les possibilités de l’analyse des selles sont limitées par la biologie de certains parasites : - L’analyse coprologique est négative pendant la phase d’invasion des vers (migration larvaire) qui varie de quinze jours à trois mois selon les vers. Pendant cette période, l’orientation biologique (Eosinophilie) est un élément à prendre en considération, et on doit s’orienter vers des méthodes immunologiques permettant un diagnostic plus précoce. - L’élimination des formes parasitaires de dissémination est variable dans le temps, d’où la nécessité de répéter les analyses. - Cas particulier du dépistage des Oxyures grâce au Scotch test ; les œufs de Taenia peuvent occasionnellement être mis en évidence par ce prélèvement. REPETITION DES EXAMENS Trois analyses effectuées sur des selles recueillies séparément à quelques jours d’intervalle, peuvent garantir une sécurité satisfaisante au diagnostic . La troisième peut être pratiquée après réactivation par un purgatif salin (sulfate de magnésium à raison de 5g par jour, 2 à 3 jours de suite). Cette épreuve présente un intérêt plus particulier dans les Protozooses et dans la Strongyloïdose. RENSEIGNEMENTS QUI ORIENTENT LA CONDUITE DE L’EXAMEN Il faut fournir au biologiste certains éléments d’orientation qui le guideront dans le choix des techniques à mettre en œuvre. Ces éléments sont : - Le statut immunitaire du patient. - L’origine géographique du malade : A- t- il quitté la France continentale? A- t- il séjourné en zone intertropicale? - Signes cliniques principaux : diarrhée, prurit, douleurs abdominales, fièvre. - Eosinophilie sanguine. RECUEIL DES SELLES - S’abstenir de prendre des médicaments à base de charbon, de sels de baryum, de magnésie, d’huiles purgatives, suppositoires, plusieurs jours avant d’envisager l’examen. - Eviter les aliments qui laissent beaucoup de résidus (crudités notamment peau de tomates, pommes de terre, petits pois, peau de pêche, poires, figues), ou des graisses ( noix, olives, cacahuètes, avocats). Trois jours avant l’examen, éliminer de l’alimentation les féculents, crudités, fruits et remplacer par pâtes, riz, poisson, laitages. - Recueillir la totalité de l’émission fécale dans un récipient en plastique transparent hermétiquement fermé, et séparément des urines. Maintenir à température ambiante (sans refroidissement) et faire parvenir le plus rapidement possible au laboratoire. Proscrire une réfrigération qui détruirait les formes végétatives de Protozoaires et les larves de Strongles, diminuerait la viabilité des œufs pour lesquels on envisage une coproculture. - En cas de diarrhée, préférer l’émission des selles au laboratoire pour un examen dans l’heure qui suit. - Si l’examen doit être différé, un prélèvement de glaires ou de selles liquides est mélangé à un fixateur, aussitôt la défécation, afin de préserver les formes végétatives de Protozoaires. Deux fixateurs sont classiquement utilisés : MIF : Merthiolate-Iode-Formol : 2,35 ml de solution M.F. seront ajoutés à 0,15ml de la solution iodée (et non l’inverse), dans les quelques secondes qui précèdent l’addition de l’échantillon fécal (volume équivalent à la valeur de deux pois). Bien agiter le tube à hémolyse. Le prélèvement se fera ultérieurement au niveau supérieur de la couche sédimentée. La chromatine n’est pas colorée, la membrane nucléaire prend une teinte rouge foncé, le cytoplasme rouge. Solution mère stable de MF : - Eau distillée 250 ml - Teinture de merthiolate n°99 à 0,1% Lilly 200 ml - Formol 25 ml - Glycérine 5 ml Solution iodée de Lugol fraîchement préparée - Iode 5 g - Iodure de potassium 10 g - Eau distillée 100 ml APV : Alcool polyvinylique : mélanger dans un tube à hémolyse 1volume de glaires ou de selles avec 3 volumes d’APV. On peut confectionner un frottis mince qui sera séché une nuit à 37° C; ce procédé permet l’expédition d’une lame. Le frottis sera soumis ultérieurement à une coloration élective (Noir chlorazol, Hématoxyline). (Voir formule APV avec technique de coloration) CONSEQUENCES D’UN RETARD A EFFECTUER L’EXAMEN - Destruction des formes trophozoïtes des Protozoaires. - Métamorphose des larves rhabditoïdes de Strongles en larves strongyloïdes en moins de 24 heures. Au contraire, lors d’un transit accéléré, les larves de Strongles peuvent encore se trouver dans l’enveloppe de l’œuf pas tout à fait éclos. - Embryonnement des œufs d’Ancylostoma et de Necator pouvant aller jusqu’à la libération de larves qu’il faudra différencier avec celles des Strongles. Pas d’influence sur les autres œufs de vers ni sur les kystes de Protozoaires. EXAMEN MACROSCOPIQUE DE LA SELLE La consistance de la selle est un élément important qui conditionnera la présence ou l’absence de formes parasitaires. On doit noter la présence d’éléments non parasitaires : mucus, sang, résidus alimentaires, lambeaux de desquamation de la muqueuse intestinale. Il faut observer la présence éventuelle de certains parasites : - Nématodes : Oxyures et Ascaris adultes. - Cestodes : anneaux de Taenia (parfois animés de mouvements), scolex recherchés après thérapeutique. - Trématodes : ce n’est qu’à la suite d’une thérapeutique que les Douves adultes peuvent être expulsées.  Les Nématodes seront lavés en eau physiologique, puis fixés au Demke : Fixateur de Demke : Formol commercial : 15 ml Acide acétique crist. : 5 ml Glycérol : 10 ml Alcool éthylique à 95° : 24ml Eau distillée : 46 ml Le fixateur doit être versé bouillant sur les vers, dans un récipient que l’on ferme ; il doit agir au moins 2 heures.  Les Cestodes doivent être lavés en eau physiologique puis éclaircis au Chloral-lactophénol : Chloral-lactophénol : Hydrate de chloral cristallisé 50g Phénol 25g Acide lactique 25g L’éclaircissement s’effectue entre lame et lamelle au dessus de la veilleuse du bec de gaz en renouvelant le réactif au fur et à mesure de son évaporation.  Les Trématodes, d’abord lavés en eau physiologique devront subir ensuite un relâchement une nuit à 4°C dans de l’eau ordinaire, et seront enfin fixés par le réactif de Demke. Remarque : de mauvaises conditions de recueil des selles ou l’ingestion de certains aliments (fromages) peuvent expliquer la présence exceptionnelle de larves de Brachycères. ETALONNAGE DU MICROSCOPE La mensuration des éléments parasitaires est souvent primordiale pour leur identification. Matériel : - un micromètre – objet qui est une lame de verre portant en son milieu un trait de 1 mm divisé en 100 parties. La distance séparant deux traits contigus est donc de 10 m. - un oculaire micrométrique qui est un oculaire comportant une échelle graduée. Réalisation : - Remplacer l’oculaire normal par l’oculaire micrométrique. - Disposer sur la platine du microscope le micromètre-objet. - Etablir la mise au point des 2 échelles et faire coïncider les « O » des deux échelles. - On repère une division du micromètre oculaire qui se superpose exactement à une division du micromètre-objet (ces deux divisions doivent être recherchées le plus loin possible du « O », de façon à obtenir une meilleure précision). On peut ainsi en déduire la longueur de chaque division du micromètre oculaire. Exemple : 18 divisions du micromètre oculaire couvrent 300 m 1 division couvre donc 16,66 m - L’opération doit être effectuée pour les deux objectifs x10 et x 40. Mesure : L’élément à mesurer étant au point, il suffit de déterminer le nombre de divisions du micromètre oculaire qu’il couvre pour obtenir sa taille. Micromètre objet Micromètre oculaire TECHNIQUES DE ROUTINE EXAMEN MICROSCOPIQUE A L’ETAT FRAIS : EXAMEN DIRECT Ses conditions diffèrent selon la nature et la consistance du prélèvement, par suite de la présence éventuelle dans les glaires et les selles liquides, de formes végétatives de Protozoaires dont la fragilité impose des précautions particulières. 1 – Glaires muqueuses ou muco-sanguinolentes Recherche de formes végétatives d’amibes, d’oeufs de Schistosomes. L’analyse doit être faite immédiatement après l’émission, ou éventuellement recueillir les glaires dans un petit récipient fermé hermétiquement et maintenu à la température du laboratoire. Utiliser de préférence, une platine chauffante à 37° C. A l’aide d’un ensemenceur, prélever un fragment de glaire que l’on examinera entre lame et lamelle. Repérer les formes végétatives grâce à leur mouvement, noter l’hématophagie. L’identification des formes végétatives peut être facilitée par une coloration au VF ou au Lugol. Coloration au VF : Violet cristal – Fuchsine basique - Violet Cristal 50 mg - Fuchsine basique 10 mg - Ethanol à 95° 20 ml - Phénol cristallisé fondu 4 ml Après dissolution, ajouter qsp 100 ml d’eau distillée . Une petite goutte de colorant est mélangée au prélèvement avec le coin d’une lamelle ; les structures nucléaires apparaissent foncées, le cytoplasme rose. Coloration au Lugol à 1% - Iode 1 g - Iodure de potassium 2 g - Eau distillée 100 ml Dissoudre l’iodure de potassium dans le plus petit volume d’eau. Ajouter lentement les cristaux d’iode jusqu’à dissolution. Ajouter le reste d’eau. Filtrer. La chromatine ressort par contraste sur le cytoplasme beige clair. 2 – Selles liquides ou en bouse Recherche de formes végétatives et de kystes de Protozoaires, Coccidies, Microsporidies, oeufs et larves d’Helminthes. Mêmes précautions que précédemment concernant uploads/Management/ parasitologie-des-selles-dr-haumont.pdf