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MODE OPERATOIRE Colorations et Examen microscopique MO-MYC-004 Rév A P 1/12 Ind

MODE OPERATOIRE Colorations et Examen microscopique MO-MYC-004 Rév A P 1/12 Indice de révision Nature de la modification A Création Sommaire I - Objet II - Réactifs III - Méthodologie IV - Lecture des lames V - Notation des résultats VI - Annexes Rédigé par: Date: Signature Vérifié par : Date : Signature Approuvé par: Pour application le Signature I - Objet Ce document détaille les protocoles de coloration et d'examen microscopique des frottis colorés pour la recherche et l'observation des mycobactéries. II - Réactifs Se reporter en annexes du document. III - Méthodologie A - Préparation des frottis B - Fixation C - Colorations 1 - Méthodes utilisant la fuchsine 2 - Méthodes utilisant l'auramine 3 - Méthode utilisant l'acridine orange A - Préparation des frottis - Graver au diamant sur la lame le N° du prélèvement correspondant. - A partir du prélèvement (parcelle purulente si possible), faire un frottis fin sur les 2/3 de la lame (un frottis fin permet de voir à travers les lettres noires d'une page imprimée); trop épais le frottis se décolle. - A partir du culot de centrifugation, faire un frottis sur une surface de 1 x 2 cm. NB : Si le frottis est fait à partir du flacon Bactec 12B, 0,1 ml de culot est ajouté à 0,1 ml de sérum de lapin. B - Fixation - Laisser sécher le frottis (à l'air ou sur une plaque chauffante à température moyenne). - Fixer à l'alcool méthylique. C - Colorations Plusieurs techniques sont utilisées pour colorer les mycobactéries présentes dans les prélèvements : 1 - Méthodes utilisant la fuchsine 2 - Méthodes utilisant l'auramine 3 - Méthode utilisant l'acridine orange Remarques : Pour toutes les colorations , le rincage à l'eau se fait sous un filet d'eau de robinet. Le séchage entre 2 épaisseurs de papier filtre est à éviter. 1 - Méthodes utilisant la fuchsine 1.1 - Coloration de Ziehl-Neelsen à chaud Réactifs Fuchsine de Ziehl (RAL) Acide nitrique au 1/5 Alcool à 95° Bleu de méthylène Technique - Couvrir la lame de fuchsine phéniquée. - Chauffer trois fois en 10 minutes jusqu'à émission de vapeurs (le colorant ne doit pas bouillir ou se déssécher sur la lame; en ajouter si nécessaire). - Rincer à l'eau. - Couvrir la lame d'acide nitrique dilué au 1/3. Laisser agir 45 secondes. - Rincer à l'eau. - Couvrir la lame d'alcool éthylique à 95°. Laisser agir 5 mn. - Rincer à l'eau - Recouvrir la lame de bleu de méthylène. Laisser agir 2 mn. - Rincer à l'eau. - Laisser sécher à l'air libre. Remarques * La coloration de Ziehl-Neelsen peut être faite à froid. Les lames sont immergées pendant au moins 3 heures dans la solution de fuchsine. * On peut utiliser l'acide sulfurique dilué au 1/4 à la place de l'acide nitrique. * On peut avantageusement remplacer les deux temps de la décoloration par l'utilisation d'un mélange acide-alcool que l'on laissera agir pendant 2 minutes. * Le réactif d'Armand qui contient l'acide, l'alcool, et le bleu de méthylène permet de réaliser en un seul temps la décoloration et la recoloration des frottis préalablement colorés par la fuchsine. 1.2 - Coloration de Kinyoun Réactifs Fuchsine basique Décolorant Bleu de méthylène Technique - Couvrir la lame avec la fuchsine. Laisser 5 mn à froid sans chauffer. - Rincer à l'eau. - Couvrir la lame avec la solution acide alcool pendant 2 mn. - Rincer. - Couvrir la lame de bleu de méthylène. Laisser agir 2 mn. - Rincer à l'eau. - Laisser sécher à l'air. 2 - Méthode utilisant l'auramine Coloration de Degommier Réactifs Acide trichloracétique 1 % Auramine 00 Décolorant Rouge de thiazine Technique - Couvrir la lame d'acide trichloracétique à 1% pendant 30 mn. - Rincer à l'eau. - Couvrir la lame avec la solution d'auramine pendant 15 mn. - Rincer à l'eau. - Couvrir la lame avec la solution décolorante pendant 2 mn. - Rincer à l'eau. - Couvrir le frottis avec la solution de rouge thiazine pendant 1 mn 30. - Rincer à l'eau. - Décolorer avec la solution décolorante pendant 3 mn. - Rincer à l'eau. - Sécher à l'air. 3 - Méthode utilisant l'orange acridine Réactifs Orange acridine Décolorant Bleu de méthylène Technique - Couvrir la lame avec la solution d'acridine orange à 1% pendant 15 mn. - Rincer à l'eau. - Couvrir la lame avec la solution de décoloration pendant 1 mn. - Rincer à l'eau. - Couvrir le frottis de bleu de méthylène pendant 1 mn. - Rincer à l'eau. - Décolorer avec la solution décolorante pendant 3 mn. - Rincer à l'eau. - Sécher à l'air. IV - Lecture des lames 1 - Lecture des lames colorées à la fuschine 2 - Lecture des lames colorées à l'auramine 3 - Lecture des lames colorées à l'orange acridine 1 - Lecture des lames colorées à la fuschine La lecture microscopique des lames colorées à la fuchsine par la méthode de Ziehl-Neelsen ou par la méthode de Kinyoun se fait à l'immersion objectif 100 x et avec des oculaires de 10. C'est-à-dire grossissement final de 1000. Il faut examiner au moins 100 champs, ce qui requiert environ 15 minutes avant de déclarer une lame négative. Trois balayages du frottis doivent être réalisés. Les Bacilles Acido-Alcoolo Résistants (B.A.A.R.) apparaissent rose sur fond bleu. Ils sont droits ou légèrement incurvés de 2 à 4 µm sur 0.3 à 0.5 µm de large. Ils sont souvent granuleux et groupés en amas. A l'examen microscopique des frottis réalisés à partir de colonies, les bacilles peuvent apparaitre colorés en bleu. Ces cultures sont soit trop jeunes, soit trop vieilles. Des formes coccoïdes ou filamenteuses peuvent s'observer. La réponse doit toujours être faite en terme de présence ou absence de B.A.A.R et non en terme de bacilles tuberculeux, de bacilles lépreux, ou de toute autre espèce mycobactérienne. 2 - Lecture des lames colorées à l'auramine Lire les lames au microscope à fluorescence, à l'objectif à sec métallographique 25 x pour un dépistage rapide, et à l'objectif 40 x pour confirmation. Il faut lire au moins 30 champs par lame avant de déclarer une lame négative. Les mycobactéries apparaissent jaune fluorescentes sur fond rouge. Pour des cas particuliers, la coloration de Ziehl peut se faire par sur coloration d'une lame déjà colorée à l'auramine. 3 - Lecture des lames colorées à l'orange acridine Lire les lames au microscope à fluorescence à l'objectif 40 x. Il faut lire environ 70 champs par lame avant de déclarer une lame négative. Les mycobactéries présentent une fluorescence rouge à orange. V - Notation des résultats Nombre de BAAR Répondre < 1 / 100 champs Négatif 1-9 / 100 champs 1 + examen suspect à confirmer 10-99 / 100 champs 2 + 1-9 / champ 3 + 10-99 / champ 4 + >100 / champ 5 + Expression des résultats de l'examen microscopique selon le nombre de bacilles observés par champ microscopique au grossissement 1000. Propositions de l'OMS. VI - Annexes 1 - Coloration de Ziehl Nelson (à chaud) 2 - Coloration de Kinyoun modifiée (à froid) 3 - Coloration à l'auramine 4 - Coloration à l'Orange acridine 1 - Coloration de Ziehl Nelson (à chaud) Fuschine de Ziehl (RAL) Fuchsine basique RAL pour Bactériologie ................10 g Phénol 55 g .......................................................................55 g Alcool à 90° ......................................................................100 ml Eau distillée ......................................................................1000 ml Verser les 100 ml d'alcool dans un mortier de 2 litres. Ajouter la totalité du colorant en broyant au fur et à mesure, puis peu à peu, l'acide phénique en triturant. Verser le mélange dans un flacon de verre teinté. Rincer le mortier avec de l'eau distillée, plusieurs fois dans le flacon jusqu'à concurrence de 1 litre. Laisser reposer 24 heures à l'étuve à 37°C. Filtrer sur papier. Décolorant Acide sulfurique...................................................................100 ml Eau distillée........................................................................ 300 ml Verser toujours l'acide très lentement dans l'eau. Bleu de méthylène Bleu de méthylène .............................................................. 1 g Alcool à 95°...................................................................... 10 ml Phénol................................................................................ 1 g Eau distillée........................................................................ 100 ml Même préparation que ci-dessus Tous les réactifs se conservent à température ambiante pendant une longue durée. 2 - Coloration de Kinyoun modifiée (à froid) Fuschine phéniquée de Kinyoun Fuchsine basique RAL pour Bactériologie .................................... 4 g Solution aqueuse de phénol à 8% .....................................................50 g Alcool à 95 %........................................................................................ 20 ml Dissoudre la fuschine dans les 20 ml d'alcool à 95% puis ajouter les 100 ml de la solution aqueuse de phénol*. *Chauffer doucement le flacon de phénol au bain-marie. Mesurer dans une éprouvette graduée ou avec une pipette munie d'une poire, le volume nécessaire de phénol. Le mettre dans le flacon contenant le volume d'eau nécessaire, placé également au bain-marie (l'éprouvette ou la pipette doit être mise préalablement réchauffée par passage au bain-marie). Décolorant Acide chlorhydrique....................................................................... 3 ml Alcool à 95 %................................................................................ 97 ml Bleu de méthylène Bleu de méthylène ......................................................................... 0,3 g Eau distillée................................................................................... 100 ml Tous ces réactifs se conservent à température ambiante pendant une longue durée 3 - Coloration à l'auramine Acide trichloracétique à 1 % Acide trichloracétique*........................................................ 10 g Eau uploads/Litterature/ colorations-et-examen-microscopique.pdf