Remerciez-le!

Remerciez @Admin pour avoir partagé cet document gratuitement, de la manière la plus simple, en partageant sur les réseaux sociaux.

Page 1 of 8 Comment je fais… une MIV ex vivo Anne-Sophie NEYROUD 1, 2, Caroline

Page 1 of 8 Comment je fais… une MIV ex vivo Anne-Sophie NEYROUD 1, 2, Caroline GUEZ-LOUSSOUARN 1, Diane BALES 3, Clotilde RIVES- LANGE 1, Jean LEVEQUE 3, Solène DUROS 3 1- CHU Rennes, Service de Biologie de la Reproduction-CECOS, 35000, Rennes, France. 2- Univ Rennes, Inserm, EHESP, Irset (Institut de recherche en santé, environnement et travail) - UMR_S 1085, F-35000 Rennes, France. 3-CHU Rennes, Service Gynécologie Obstétrique et de Médecine de la Reproduction, 35000, Rennes, France. Anne-sophie.neyroud@chu-rennes.fr caroguezlous@orange.fr diane.bales@chu-rennes.fr clotilde.rives-lange@chu-rennes.fr jean.leveque@chu-rennes.fr solene.duros@chu-rennes.fr Comment je fais… une MIV ex vivo Anne-Sophie NEYROUD 1, 2, Caroline GUEZ-LOUSSOUARN 1, Diane BALES 3, Clotilde RIVES- LANGE 1, Jean LEVEQUE 3, Solène DUROS 3 1- CHU Rennes, Service de Biologie de la Reproduction-CECOS, 35000, Rennes, France. 2- Univ Rennes, Inserm, EHESP, Irset (Institut de recherche en santé, environnement et travail) - UMR_S 1085, F-35000 Rennes, France. 3-CHU Rennes, Service Gynécologie Obstétrique et de Médecine de la Reproduction, 35000, Rennes, France. © 2020 published by Elsevier. This manuscript is made available under the Elsevier user license https://www.elsevier.com/open-access/userlicense/1.0/ Version of Record: https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S246871892030307X Manuscript_c4e81dd9ffaaf67b96b7e461dcbe4ebf Page 2 of 8 Mots clés : maturation in vitro, ex vivo, préservation de la fertilité, ovocytes, cortex ovarien, cancer de l’ovaire Comment je fais… une MIV ex vivo ? How I do … ex vivo IVM ? Mots clés : maturation in vitro, ex vivo, préservation de la fertilité, ovocytes, cortex ovarien, cancer de l’ovaire Keywords : in vitro maturation, ex vivo, fertility preservation, oocytes, ovarian cortex, ovarian cancer 1. Introduction Dans le cas des cancers de l’ovaire stade I de la femme en âge de procréer, les techniques de préservation de la fertilité sont limitées. En effet, la technique de référence, qui consiste en une stimulation ovarienne suivie d’une ponction ovarienne et d’une vitrification des ovocytes, est contre-indiquée. De plus, la congélation de cortex ovarien n’est pas recommandée devant le risque de réintroduction de la maladie au moment de la greffe. La maturation ovocytaire in vitro (MIV) est l’une des techniques de préservation de la fertilité. Elle est indiquée lorsque le délai avant l’introduction des traitements gonadotoxiques est trop court pour envisager une stimulation ovarienne ou lorsque l’hyperestradiolémie induite est contre indiquée (cancer hormono-dépendant). On procède à une ponction par voie transvaginale ce qui permet de prélever tous les follicules antraux visualisés à l’échographie quel que soit le stade du cycle. Au laboratoire, après recherche des complexes cumulo-ovocytaires (CCO) dans le liquide folliculaire, ces derniers sont rincés puis cultivés dans un milieu spécifique de MIV pendant 24 à 48 heures. Les ovocytes matures obtenus (au stade métaphase II) sont vitrifiés en vue d’une fécondation in vitro par ICSI (IntraCytoplasmic Sperm Injection) ultérieure. Dans le cadre du cancer de l’ovaire, la ponction par voie transvaginale est contre indiquée en raison du risque de dissémination de cellules tumorales. Une nouvelle option consiste à ponctionner ex vivo les follicules antraux sur la pièce d’ovariectomie. Cette technique nommée « MIV ex vivo » a été décrite par Revel et al. en 2003 (1). L’indication d’une MIV ex vivo doit être validée en Réunion de Concertation Pluridisciplinaire. Les patientes sont informées des limites et avantages de la technique et leur consentement est recueilli par écrit. 2. Aspect technique 2.1. 1er temps opératoire Page 3 of 8 La patiente réalise un priming par hormone chorionique gonadotrope humaine (Ovitrelle® 250µg par voie sous cutanée, Merck) 48 heures avant l’intervention pour améliorer le taux de maturation in vivo (2). Dans le contexte de néoplasie ovarienne, la voie d’abord est la médiane à cheval sur l’ombilic permettant une stadification de la maladie (exploration réglée de la cavité abdomino-pelvienne avec biopsies et cytologie péritonéale) puis une annexectomie : l’annexe est dégagée à la main en évitant toute rupture. L’annexectomie est réalisée après contrôle au fil doublé premier des pédicules vasculaires lombo-ovarien, de l’arcade tubaire, du ligament utéro- ovarien et de la trompe au contact de la corne utérine (Fig. 1). L’on procède de même pour l’annexe opposée. Figure 1 : Vue de l’annexe dégagée et montée à la main Une fois, l’annexectomie bilatérale réalisée, les pièces sont installées sur un champ stérile pour leur préparation avant l’envoi dans le laboratoire de Biologie de la Reproduction. L’ovaire est individualisé de la trompe (Fig. 2). . Figure 2 : Individualisation de l’ovaire Une fois dégagé de la trompe, la corticale ovarienne est débarrassée des lésions exophytiques tumorales au ciseau (Fig. 3). Page 4 of 8 Figure 3 : Elimination de la partie exophytique de l’ovaire Figure 4 : A gauche : ovaire après préparation ; A droite : ovaire avant la préparation Puis on réalise les mêmes gestes sur l’ovaire controlatéral (Fig. 4). Les ovaires sont ensuite acheminés sans délai au Laboratoire de Biologie de la Reproduction dans un milieu de transport. 2.2. Coté laboratoire La veille de l’intervention chirurgicale : Les milieux de transport, de rinçage et de culture sont préparés la veille. Le milieu de culture spécifique à la MIV utilisé est le milieu Medicult IVM® (Origio), supplémenté avec 20% de sérum décomplémenté de la patiente, additionné de 0.75 à 1 UI/mL de FSH et de LH (Ménopur®, Ferring). Le jour de l’intervention chirurgicale : Au laboratoire, l’ovaire est techniqué sans délai en conditions stériles. Les follicules antraux visibles à l’œil nu sont aspirés à l’aide d’une seringue de 1mL sur laquelle est adaptée Page 5 of 8 une aiguille stérilisée aux rayons gamma (Fig. 5). Cependant, la plupart des follicules antraux sont invisibles à l’œil nu. L’ensemble du cortex ovarien est alors ponctionné à l’aveugle millimètre par millimètre. Les CCO sont recherchés, sous loupe binoculaire, à 37°C. Les CCO sont rincés puis incubés dans le milieu de culture de MIV (Medicult IVM®, Origio). Après 24h d’incubation dans une étuve à 37°C, régulée à 5% de CO2 et 7% d’O2, les ovocytes sont décoronisés. Le degré de maturité ovocytaire est évalué sous microscope inversé. Les ovocytes matures (au stade Métaphase II) sont vitrifiés. Les ovocytes immatures (au stade Métaphase I ou Vésicule Germinative) à J1 sont cultivés pendant 24 heures supplémentaires. A J2, les ovocytes ayant atteint le stade Métaphase II sont également vitrifiés. Ainsi, tous les ovocytes au stade Métaphase II sont vitrifiés après 24h ou 48h de culture pour ceux ayant maturé dans un second temps. Par ailleurs, le cortex ovarien d’aspect « sain » peut être congelé dans l’hypothèse d’une future exploitation par le biais du développement de la folliculogénèse in vitro. Figure 5 : Aspiration des follicules antraux dans le cortex ovarien à la seringue 3. Discussion/Conclusion : Page 6 of 8 D’après les Recommandations pour la Pratique Clinique de l’INCA de 2019 (3), chez la femme en âge de procréer, la préservation utérine est possible dans les stades I de cancer de l’ovaire mais avec parfois une indication d’annexectomie bilatérale. Dans ce cas, une fertilité naturelle est compromise. Les techniques habituelles de préservation de la fertilité sont contre indiquées que ce soit la stimulation ovarienne avec vitrification ovocytaire (technique de référence) ou bien la greffe de tissu ovarien vu le risque de réintroduction de cellules malignes. Dans ce cas, la MIV ex vivo devient une stratégie intéressante. En effet, il s’agit d’une technique qui ne modifie pas le geste opératoire du chirurgien ni le traitement oncologique de la patiente. La seule technique demandant un apprentissage est la ponction des follicules antraux sur la pièce opératoire par le biologiste au laboratoire. En effet, les follicules sont moins faciles à visualiser que lors d’une ponction « in vivo » sous échographie. Il a été montré qu’un nombre moins important d’ovocytes était recueilli par ponction « ex vivo » que « in vivo »(4). Une des difficultés de ce geste est la bonne coordination entre le chirurgien au bloc opératoire et le biologiste au laboratoire. En effet, la dissection de l'ovaire et le transport représentent un intervalle de temps pendant lesquels l’ovocyte, dans le follicule est privé de circulation sanguine (oxygène, nutriments, métabolites, etc.) et est exposé aux fluctuations de température et de pH. Pour optimiser la survie des ovocytes qui seront prélevés, le délai entre la ligature vasculaire de l’ovaire et la ponction folliculaire doit être le plus court possible. Tous ces facteurs peuvent perturber la physiologie normale et altérer la compétence méiotique de l’ovocyte. Concernant les résultats, il s’agit d’une technique expérimentale. La littérature décrit qu’on retrouve des CCO chez 90 % des patientes bénéficiant d’une MIV ex vivo. Le nombre moyen d’ovocytes immatures recueillis varie de 5 à 39, le taux de maturation moyen est de 39% et le taux de fécondation de 65 % (5). Deux naissances vivantes issues d’une MIV ex vivo ont été décrites. La première naissance vivante a été rapportée en 2013 par l’équipe de Prasath et al. de Singapour (6) : 4 ovocytes immatures ont été recueillis et ont tous été maturés in vitro. Les ovocytes ont été mis en fécondation et 3 embryons de bonne qualité ont été congelés. Un transfert de 2 embryons sous traitement hormonal substitutif a permis une grossesse et la naissance d’un enfant de 2580g. La uploads/Sante/ 1-s2-0-s246871892030307x-am.pdf